Técnica de flotación de Faust (bis)

Objetivo:
Este método nos ayudara a encontrar huevecillos mediante el uso de la densidad.

Introducción:
En este método se utiliza solución de Zn, cuya densidad especifica es de 1.180 (33%), que conforma un medio de densidad mas alta que la de los huevos: Necator 1.055, Tricocefalo 1.150, Ascaris fértil 1.110 y facilita que los huevos livianos de estos helmintos, se concentren y floten.
La concentración adecuada aconsejada es la que usa como reactivo una solución acuosa de sulfato de Zn al 33% con una densidad de 1.180, el agua utilizada diluye y lava la materia fecal. El filtrado con grasa doblada evita que los detritos gruesos traspasen las paredes, la centrifugacion enriquece en delgada película la superficie del liquido centrifugado con los huevos livianos de algunos helmintos.

Material:

·         Porta objetos.

·         Cubreobjetos.

·         Gasas.

·         Tubos de ensayo.

·         Solución acuosa de sulfato de Zn.

Técnica:

1. Mezclar bien una porción de materia fecal para preparar una superficie en diez partes de agua destilada.
2. Filtrar la suspensión a través de una gasa doblada en cuatro, sobre un tubo de centrifuga, ayudándose con un embudo pequeño.
3. Centrifugar el filtrado a 2500 rpm por 1 min.
4. Decantar el liquido sobredrenante y completar con agua hasta igualar la medida anterior, centrifugar nuevamente. Resuspender el sedimento.
5. Repetir el procedimiento 2 veces hasta que el liquido sobredrenante este listo.
6. Decantar nuevamente el liquido sobredrenante reemplazándolo por igual cantidad de Sulfato Zn al 33%. Mezclar bien la solución con el sedimento. Centrifugar durante 1 min a 1500 rpm.
7. Tomar 3-4 gotas de las partículas que flotan en la superficie del liquido. Colocarlos en un portaobjeto y mezclarla con 1-2 gotas de lugol, colocar el cubreobjeto.
8. Examinar al microscopio y reportar los resultados.

Conclusión:

Este es un método muy efectivo para huevecillos con densidad menor a 1.180, aunque es un poco mas selectivo, y a través del lugol se pueden lograr ver de mejor calidad.
Comentario personal:
Es un metodo muy facil y practico, pero mas complejo que otros.

Técnica de flotación de Faust

OBJETIVO

Buscar en las muestras biológicas la presencia de los distintos parásitos para tener un conocimiento más amplio sobre ellos.

FUNDAMENTO

Las parasitosis intestinales son un conjunto de padecimientos causados principalmente por protozoarios y helmintos y considerados un problema de salud pública.

El examen coproparasitoscopico (CPS) es un conjunto de técnicas diagnósticas que constituyen la indicación para la identificación de la mayoría de las enteroparasitosis causadas por protozoarios o helmintos. Su eficacia y sensibilidad para establecer un diagnóstico correcto dependen de la adecuada indicación y preparación de la muestra, los datos clínicos y antecedentes de interés que sean aportados al laboratorio y de su correcta y completa ejecución con examen directo microscópico.

Faust es el método mas usado y efectivo, en este se precipitan los parásitos por centrifugación después de haber filtrado la muestra.

· Es un examen coproparasitoscopico cualitativo de concentración por centrifugación y flotación.

·Hace una buena concentración de quistes huevos y larvas.

La técnica de Faust, hace una buena concentración de quistes, huevos y larvas; es la técnica preferida por la generalidad de los laboratorios. Las formas parasitarias son encontradas con facilidad pues las preparaciones quedan con pocos artefactos. Los elementos parasitarios son recuperados de la capa superficial y los residuos se mantienen en el fondo del tubo. Con estas técnicas los preparados son más limpios que los obtenidos por sedimentación.

MATERIAL

·         Porta objetos.

·         Cubreobjetos.

·         Gasas.

·         Tubos de ensayo.

·         Solución acuosa de sulfato de Zn.

TECNICA

1) Mezclar bien una porción de materia fecal para preparar una superficie en 10 partes de agua destilada.

2) Filtrar la suspensión a través de una gasa doblada en cuatro, sobre un tubo de centrifuga, ayudándose con un embudo pequeño.

3) Centrifugar el filtrado a 2500 rpm por 1min.

4) Decantar el liquido sobrenadante y completar con agua hasta igualar la medida anterior, centrifugar nuevamente. Re suspender el sedimento.

5) Repetir el procedimiento hasta 2 veces hasta que el liquido sobrenadante este listo.

6) Decantar nuevamente el líquido sobrenadante remplazándolo por igual cantidad de solución de sulfato de Zn al 33%. Mezclar bien la solución bien la solución con el sedimento. Centrifugar durante 1 minutos por 1500 rpm.

7) Tomar de 3-4 gotas de las partículas que flotan en la superficie del liquido. Colocarlos en un porta-objeto y mezclar con 1-2 gotas de lugol, colocar cubre-objeto

8) Examinar al microscopio y reporte sus resultados.

(resultados obtenidos)

Método indicado para el diagnostico de huevos livianos de helmintos (Necator, Tricocefalos, Áscaris, H.nana).

Conclusion: 

Al parecer aun no hemos encontrado algun parasito, pero a traves de la practica consecutiva de este metodo, alcanzaremos la observacion de alguno de ellos.

COMENTARIO PERSONAL: 

Este es un metodo mas complejo que el directo, pero es un poco mas exacto. Me sorprendio el uso de la densidad para encontrar parasitos.

FUENTE CONSULTADA:

http://www.saberdeciencias.com.ar/index.php/apuntes-de-parasitologia/159-diagnostico-de-laboratorio-de-las-parasitosis

Coproparasitoscópico directo o fresco.

Coproparasitoscópico directo o fresco.

Practica no. 1

Objetivo: Identificar las diferentes formas parasitarias mediante la observación microscópica.

Introducción:
Como sabemos uno de los primeros microscopistas fue Antón Van Leewenhoek y a mediados del siglo XVII fue el primero en utilizar este método al observar directamente en sus propias heces fecales,trofozoitos de Giardia lamblia.
El método que necesita menos equipo y el más sencillo de realizar, corresponde a las preparaciones húmedas, que se hacen directamente con muestras de heces. Para las preparaciones directas de heces frescas o no preservadas, los exámenes ordinarios se hacen con solución salina isotónica y lugol. Si se emplean heces preservadas, el formol sirve de diluyente.
Las preparaciones no teñidas son de especial valor para el estudio de parásitos vivos, como trofozoitos de protozoarios móviles, huevos de helmintos y larvas de nematodos. El lugol se emplea principalmente para la búsqueda e identificación de quistes y larvas, con base a sus características.
La mezcla normal en el tracto intestinal por lo general no asegura una distribución uniforme de trofozoitos de protozoarios móviles, huevos de helmintos y larvas de nematodos. Sin embargo el examen de materia fecal directo o en fresco puede revelar o no parásitos, dependiendo de la intensidad de la infección.

Fundamento:
La solución salina isotónica dá las condiciones adecuadas para que la célula se mantenga viva. El medio ideal para todo tipo de parásito que pueda encontrarse en las muestras de heces, en cualquier etapa de su desarrollo, es la solución salina fisiológica, y el lugól en la práctica ha demostrado su eficacia para la tinción e identificación de parásitos intestinales.

MATERIAL.
- Muestra fecal
- Aplicadores de madera
- Portaobjetos de 25 X 76 mm.
- Cubreobjetos
- Solución salina isotónica
- Lugól parasitológico.

PROCEDIMIENTO:
- En un portaobjetos colocar una gota de solución salina isotónica
- Con la punta del aplicador tomar una pequeña muestra de aproximadamente 1 a 4 mg. de heces, en muestras con moco y sangre elegir esta parte para estudiar.

- Mezclar , procurando hacer una suspensión en preparación delgada y no un frotis.
- Quitar de la suspensión fibras y otros fragmentos grandes.
- Colocar el cubreobjetos lentamente procurando no dejar burbujas

- Examinar al microscopio en forma sistemática, a seco débil y a seco fuerte.

- Repetir la operación con una gota de lugól en lugar de la de solución salina.

Resultados: 
Nuestro paciente revelo no tener ningun parasito, y durante el observamiento solo se lograron ver fibras vegetales y almidon.

PRECAUCIONES.
- Una preparación satisfactoria debe tener densidad ligeramente opaca, pero ser lo bastante delgada que permita leer las letras a través de esta.
- Se deben ver perfectamente los elementos en la preparación, sin que se dificulte la observación por el exceso de burbujas y detritos microscópicos.
- En heces líquidas y semilíquidas hay que seleccionar el moco sanguinolento o los esfácelos delgados del tejido y en heces formadas, hacer raspados para obtener material de la superficie en varias partes de la masa fecal.
- Utilizar intensidad lumínica baja.
- Examinar por lo menos tres muestras antes de considerar negativos los resultados.
- La materia fecal es potencialmente infectante, por lo que se deberá tener los cuidados necesarios para su manejo.

http://www.facultadcienciasquimicas.buap.mx/ligas/acredita/QFB/data/4_2%20Curriculum/4.2.10%20%20Actas%20de%20%C3%A1reas%20Programas%20de%20asig%20y%20Manuales%20Lab/Manuales%20de%20Laboratorio/An%C3%A1lisisCl%C3%ADnicosLab-pdf/LAB%20DE%20PARA%20I.pdf

Hematocrito

El índice hematocrito es el volumen que ocupan los elementos celulares de la sangre. Los eritrocitos son las células que constituyen casi todo el volumen, mientras que los leucocitos y las plaquetas ocupa una parte mínima. El hematocrito se expresa en un porcentaje.

En el metódo de microhematocrito se llenan capilares heparinizados de 7mm de longitud y de 1mm de diámetro interno. El capilar se llena con capilaridad a partir de una punción o de sangre venosa obtenida con EDTA. Se tapa el extremo vacío con pasta para modelar. El tubo lleno se coloca en una ranuras radiales de la centrífuga de microhematocrito, con el extremo sellado lejos del centro. Se centrífuga durante 5 minutos a 10.000-12.000 g. Una vez centrifugados, el volumen celular se lee con unas escalas de plástico graduadas.

Para obtener unos buenos resultados, es fundamental que la duracion  y velocidad de la centrifugacion sean adecuadas. Otras causas posibles de error son mezclar deficientemente la sangre al cargar los capilares y la lectura iincorecta de estas.

Los analizadores hematologicos determinan el hematocrito de forma indirecta a partir del volumen corpuscular medio y el recuento eritrocitario. La principal diferencia entre el hematocrito determinado por centrifugacion y el que se obtiene indirectamente por medios electronicos es que este corresponde al denominado hematocrito real, es decir, al que no considera el efecto del plasma atrapado entre los eritrocitos, que debe tenerse en cuenta al determinar el hematocrito por centrifugación.

Los valores de referencia del hematocrito son del 40 al 54% en los varones y del 37 al 47% en mujeres. Un valor por debajo del limite de referencia para la edad y el sexo indica anemia, mientras que un valor por encima de el limite señala policitemia.

 

 

Uso del microscopio.

Objetivo:
Manipular de forma correcta el microscopio para realizar observaciones de forma adecuada y de buena calidad.
Materiales:

• Vidrio de reloj.
• Bisturí.
• Microscopio.
• Portaobjetos.

Introduccion:

El microscopio es un instrumento que nos permite ver aumentados los objetos que no pueden ser observados a simple vista.
Desde su invención se han podido hacer estudios más detallados de las estructuras de los seres vivos.
Existen diversas clases de microscopios, según la conformación, la naturaleza de los sistemas de luz y otros elementos utilizados para obtener las imágenes.

Microscopio óptico o compuesto.
Consta de un conjunto de lentes dispuestas entre la muestra que queremos observar,  y nuestro ojo. Su acción combinada produce un aumento total de la imagen. Normalmente tiene cuatro aumentos posibles: 4x, 10x, 40x y 100x, siendo el 4x el menor aumento y el x100 el mayor.
 

PARTES DE UN MICROSCOPIO ÓPTICO O COMPUESTO

OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador. Amplía la imagen del objetivo.
OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta.
CONDENSADOR: Lente que concentra los rayos luminosos sobre la preparación.
DIAFRAGMA: Regula la cantidad de luz que entra en el condensador.
FOCO: Dirige los rayos luminosos hacia el condensador.
Sistema mecánico
SOPORTE: Mantiene la parte óptica. Tiene dos partes: el pie o base y el brazo.
PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación.
CABEZAL: Contiene los sistemas de lentes oculares. Puede ser monocular, binocular, …..
REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los objetivos.
TORNILLOS DE ENFOQUE: Macrométrico que aproxima el enfoque y micrométrico que consigue el enfoque correcto.

 

PROCEDIMIENTO:

1. Cortar un pequeño pedazo de cebolla, de preferencia  la capa mas fina.
2. Iniciar la observacion en el microscopio.
3. Se coloca el objetivo de menor aumento en pocision de empleo y se baja la platina completamente.
4. Colocar el portaobjeto con cebolla sobre la platina.
5. Comenzar la observacion de menor aumento parra ver en mayor espacio. Para realizar el enfoque: Acercar al maximo la lente del objetivo al portaobjetos, empleando el tornillo macro, esto debe de hacerse mirando directamente a través del ocular.
6. Pasar al siguiente objetivo y la imagen debe de estar bien definida, se enfoca con el micro.
7. Una vez finalizada la observacion se baja la platina completamente y se coloca el objetivo de menor aumento, en este momento se puede retirar el portaobjetos.    

CONCLUSIONES:

Sirve para ver estructuras muy pequeñas que la resolución del ojo no puede distinguir.

Jose Ventura Campos Rodríguez. 

 

 

Aqui se encuentra el conocimiento que hemos obtenido en nuestro modulo que se llama "Preparacion de soluciones para las operaciones básicas de laboratorio", con distintos temas de interés, que nos sirven a nosotros como futuros laboratoristas clinicos.