PRUEBA DE LAZO O TORNIQUETE

INTRODUCCIÓN:

Consiste en someter el antebrazo del paciente a una presión intermedia entre la sistólica y la diastólica durante 5 minutos. Tras la retirada del manguito inflable del tensiómetro, como para medir la T.A.  y esperar a que la piel recupere su estado relajado se observa la zona presionada. El conteo de petequias producidas por la rotura capilar en un área de unos 10 cm² superior a 30 da positivo en el signo de Rumpel-Leede.

Normalmente no debe de producirse mas de 5 petequias por debajo de la comprensión, más de 10 petequias y sobre todo extendidas mas alla del cuarto superior del antebrazo es patológico.   

Tiene como finalidad determinar la fragilidad de las paredes capilares, estimar la tendencia a la hemorragia y ayuda a reconocer la trombocitopenia.

VALORES NORMALES:

0-10 = 1+

10-20 = 2+

20-50 = 3+

50 o más petequias = 4+

Los valores aumentados pueden indicar coagulación intravascular difusa. disminución del fibrinogeno, disminución de la protombina, deficiencia del factor VII, trombocitopenia, tromboastenia, deficiencia de vitamina K. Y puede estar asociado a afecciones no relacionados con trastornos de coagulación como: escarlatina, hipertensión, diabetes, gripe, sarampión, escorbuto.

CONCLUSIONES

Esta practica es muy fácil de realizar, debemos de revisar muy bien el area antes para no confundir las petequias con lunares, pecas o manchas.

 

IMAGENES 

COMENTARIO:

Una practica muy interesante, aunque un tanto incomoda para el paciente.

Tiempo de Sangrado

Objetivo:

Que al término de la práctica realice el tiempo de sangrado por cualquiera de los 2 métodos existentes.

Introducción:

Un tiempo de sangrado normal indica una retracción normal de los capilares y la existencia de un número suficiente de plaquetas, con actividad normal.

La metamorfosis viscosa normal depende de un buen mecanismo extrínseco de producción de tromboplastina, por lo tanto, el tiempo de sangrado se alarga en la insuficiencia del factor VII. El tiempo de sangrado aumenta en forma característica en la purpura trombocitopenia.

Metodología:

Se utilizara el “Método de Duke”

Material:

-Lanceta estéril.

-Torundas alcoholadas.

-Reloj cronometro.

-Papel filtro.

Técnica:

1.- Con una lanceta estéril, se practica en el borde inferior del lóbulo de la oreja una punción de 3mm. De profundidad, se pone en marcha el cronometro.

2.- A intervalos de medio minuto, se aplica cuidadosamente sobre la gota de la sangre el borde de un pequeño disco de papel filtro, cuidando de no tocar la piel. Esta maniobra por objeto es impedir que se forme un coagulo en la gota de sangre sobre la herida, pues los tiempos de sangrado resultaran anormalmente bajos.

3.-  Utilizando una nueva zona de papel filtro para cada secado de medio minuto, puede tenerse un registro conveniente del tiempo total (tiempo en minutos = número de gotas divididas entre 2) se forma como punto final al momento en el cual el papel filtro ya no absorbe sangre.

Tiempo de sangrado normal con el método de Duke:

De 1 a 3 min (sin embargo, puede ser a veces hasta 5 min en sujetos normales).

Método de IVY:

1.- Se coloca alrededor del brazo un maguillo de esfigmómetro con el cual se ejerce una presión de 40 mm/Hg. Que aquel durante toda la prueba.

2.- Utilizando una lanceta estéril se hace a intervalos cortos (entre 2.5 y 3.0 mm de profundidad). A lo largo de la cara flexora (interna) el ante brazo, evitando las venas visibles. Se pone en marcha el cronometro.

3.- A intervalos de medio minuto, utilizando papel filtro se seca cuidadosamente cada gota de sangre en la misma forma que para el método de DUKE, el punto final es el mismo.

Tiempo normal de sangrado en el método de IVY

Entre 2 y 6 min. (Max de 7 min).

Nota:

El tiempo de sangrado representa sencilla y útil (aunque algo imprecisa) de la eficacia de las funciones capilares y de plaquetas en la hemostasia. Es preferible el método de IVY  al de DUKE, pues las condiciones son más constantes y se realizan en realidad 3 pruebas.

Resultados:

 “Método Duke”:

Paciente 1: 1min, 9 sec

Paciente 2: 1min, 26 sec

 “Metodo IVY”:

Paciente 3: 2min, 36 sec.

Paciente 4: 3min, 45 sec.

COMENTARIO: ESTA PRACTICA ME PUSO NERVIOSO YA QUE SE LE TENIA QUE PICAR AL PACIENTE CON UNA LANCETA VARIAS VECES A UN INTERVALO DE TIEMPO.

Rosa de Bengala

Rosa de Bengala

Antígeno Brucelar Amortiguado para el diagnóstico de Brucelosis

Introducción:

Es una  prueba, basada en la aglutinación como respuesta a la presencia de alguna de las aglutininas de Brucella (abortus, mellitensis y suis). Bacterias causantes de la Brucelosis, organismos virulentos e infecciosos para el hombre que adquiere generalmente por vía mucocutánea, por consumir carne contaminada con la bacteria, abrasiones o cortes en la piel, inhalación de aerosol o contaminación de la conjuntiva; invadiendo el sistema linfático y puede alcanzar a diversos órganos.

Por ello se realiza la prueba de Rosa de Bengala por ser una prueba sensible y rápida que permite una aproximación diagnóstica inmediata.se empela sobre todo en las zonas no endémicas, como método de "despistaje". Emplea como antígeno una suspensión bacteriana a la que se ha añadido el colorante rosa de bengala, enfrentándola al suero sin diluir del enfermo.

Material:

-Placa cóncava

-Puntillas

-Cronómetro

Equipo:

Pipeta semiautomática

Microscopio

Muestra:

Suero

(Obtener 3 ml. de sangre por punción venosa, centrifugar y separar el suero)

Reactivo:

-Antígeno Rosa de Bengala

-Control Positivo de Brucella

-Control Negativo de Brucella

Procedimiento:

1- Llevar a temperatura ambiente el reactivo, controles y muestras de suero.

2- Utilizando la pipeta automática adicione 30 μL de la muestra del paciente en un círculo de la placa.

3- Mezcle suavemente el Antígeno Rosa de Bengala hasta que se encuentre totalmente homogéneo, después  coloque 30 μL en la placa de prueba, en el mismo círculo donde se colocó la muestra del paciente, mezcle ambas con un aplicador (Usar un aplicador diferente para cada muestra). Repita este paso para cada muestra de paciente y controles.

4- Agitar la placa con movimientos rotatorios por 4 minutos.

5- Con la ayuda de una fuente de luz directa lea el resultado.

NOTA: DESPUÉS DE 4 MIN. LA LECTURA YA NO ES VALIDA O NOS PUEDE DAR UN RESULTADO INCORRECTO.

Resultado e interpretación:

La lectura debe llevarse a cabo exactamente a los 4 minutos tomados a partir de que se comenzó a mezclar.

Es el tiempo límite óptimo para la observación de ciertas aglutininas que se revelan lentamente puesto que se pueden presentar reacciones no específicas.

Valores de referencia:

Control positivo:

Presencia de aglutinación indica la existencia de anticuerpos específicos.

Control negativo:

Ausencia de aglutinación.

Resultado:

Muestra:

Negativo (Ausencia de aglutinación)

El resultado  fue negativo lo que indica que el paciente no tiene Brucelosis o no ha estado en contacto.

COMENTARIO

REACCIONES ANTIGENO-ANTICUERPO SE ME HACEN DEMASIADO INTERESANTES. 

V.D.R.L.

V.D.R.L.

Antígeno de cardiolipina para investigar reaginas de la sífilis en suero sin inactivar, en Plasma y L.C.R. (no requiere reconstitución)

Introducción:

La sífilis es una enfermedad generalizada, producida por Treponema pallidum, trasmitida  habitualmente por contacto sexual. El diagnostico descansa en la serología; los métodos determinan dos clases de anticuerpos:

1) Tipo “cardiolipina”, no treponema e inespecíficos

2) Los anti treponemas específicos.

La facilidad para su determinación ha hecho que los de tipo cardiolipina se utilicen universalmente en las exploraciones iniciales ya sean exámenes individuales o  encuestas de población; la variante técnica más comúnmente empleada es la llamada VDRL (Venereal Disease Research Laboratory) que determina la floculación en placa (cuantitativa) del antígeno con cardiolipina y lecitina.

Reactivos y material:

-Antígeno en suspensión estabilizado (VDRL) 

-Control positivo

-Control Negativo 

-Aguja No.21 sin bisel   

-Pipetas desechables (únicamente para presentaciones de 100 pruebas)

-Placa cóncava

-Agitador

-Microscopio

Estabilidad y almacenamiento del reactivo:

El antígeno de VDRL y los Sueros Controles son estables hasta su fecha de caducidad indicada en la etiqueta cuando se almacena de 2 a 8°C. No congelar.

Obtención de la muestra:

1.    Obtener 3.0 ml. De sangre por punción venosa.

2.    Centrifugar y sacar el suero.

Método cualitativo:

1.    Es un anillo de una placa cóncava deposite 0.05 ml. de suero problema.

2.    En anillos diferentes colocaron una gota de control positivo y en otra por separado una gota de control negativo, der sobre la superficie del anillo.

3.   Añadir una gota del antígeno en suspensión estabilizado previamente re suspendido, en cada una de las muestras utilizando la ajuga No. 21 sin bisel.

4.   Colocar la placa sobre un agitador mecánico a 180 rpm DURANTE 4 MINUTOS. Las pruebas realizadas en un clima extremadamente seco puede provocarla evaporación de las muestras por lo tanto la placa en rotación  puede ser cubierta con una tapa de caja Petri humedecida previamente con una gasa.

5.    Leer inmediatamente a microscopio con Objetivo y Ocular 10X.

Interpretación:

Control Positivo

Presencia de floculación mediana o grande

Control negativo

Ausencia de floculación.

Resultados:

Muestra 1: Positiva (presencia de floculación media)

Muestra 2. Negativo 

Conclusion:

Es una prueba de suma importancia para toda la poblacion que nos ayudara a disminuir el numero de contagios. Ademas es muy sencilla para su realizacion.

Comentario

Otra vez volvemos a utilizar las reacciones Antigeno-Anticuerpo. Lo cual me parece muy atractivo.

RECUENTO DE PLAQUETAS

OBJETIVO

· Realizar el conteo de plaquetas existentes en un milímetro cúbico de sangre total
· Identificar morfológicamente las plaquetas coloreadas con Wright en extendidos de sangre periférica y apreciar su número por campo.
· Correlacionar la práctica con la teoría expuesta en clase.

MARCO TEORICO

Las plaquetas o trombocitos constituyen el elemento forme más pequeño de la sangre; su evaluación en el hemograma manual usualmente sólo se realiza en los extendidos coloreados. En el electrónico, su estudio aporta, además del valor numérico, otros parámetros de importancia diagnóstica, tales como promedio del volumen plaquetario e histograma plaquetario. A esta valoración la llamamos plaquetograma.
Existen dos métodos para el conteo de plaquetas: manual y electrónico.
PROCEDIMIENTO

El conteo de plaquetas se realiza en sangre anticuagulada con EDTA y diluida con oxalato de amonio al 1% mediante el uso de la pipeta para dilución de hematíes y el hemocitómetro.
RECURSOS

· Sangre anticuagulada con EDTA
· Solución de oxalato de amonio al 1% y/ o Rees Ecker
· Pipeta para dilución de hematíes
· Cámara de de recuento de Neubauer
· Laminilla de cuarzo
· Caja de Petri con papel de filtro humedecido
· Agitador de pipetas
· Microscopio
· Material bibliografico
· Presentación en Power point

METODO

· Mezcle cuidadosamente, por inversión por lo menos 10 veces, la sangre anticuagulada con el fin de obtener una muestra homogénea
· Llene la pipeta con la muestra de sangre hasta la marca 1.0 exactamente
· Elimine el exceso de sangre de las paredes externas de la pipeta para no contaminar la solución diluente
· Aspire el líquido diluente hasta la marca 101 exactamente
· Sujeta la pipeta entre los dedos índice y pulgar, desprenda la boquilla y deje en reposo durante 3 minutos
· Agite durante 10 minutos
· Descarte hasta la mitad del bulbo con el fin de eliminar el líquido del capilar e inmediatamente llene la cámara
· Llene la cámara de Neubauer en ambos lados y coloque en ambiente húmedo por 10 minutos. El ambiente húmedo se logra cubriendo la cámara con una Caja de Petri que llevará adherido un disco de papel de filtro humedecido
· Coloque la cámara en el microscopio. Enfoque con objetivo de 40X y observe el llenado de la cámara. No debe haber agregados plaquetarios. Cuidadosamente enfoque el cuadrado central
· Disminuya la intensidad de la luz. Así le será más fácil distinguir y contar las plaquetas
· Las plaquetas se reconocen como estructuras pequeñas, opacas, redondas o alargadas, medianamente refráctiles, y a veces con prolongaciones
· El número está determinado por el conteo de los 25 cuadrados en que se subdivide el cuadrado central, descartando las plaquetas que tocan las líneas derecha e inferior.
Cálculo

El número de plaquetas por mm se calcula de acuerdo con:
1. Volumen del área contada: 0.1 mm (1x1x0.1)
2. Dilución utilizada : 1:100
3. Número de células contandas

Plaquetas /mm Número de células contadas X 1 X dilución
Volumen de área contada

Plaquetas/mm = B X 10 X 100

Plaquetas /mm = B X 1000

Valores de Referencia
El rango normal para el recuento de plaquetas es de 150.000 a 400.000xmm

OBSERVACIONES

Las plaquetas se cuentan más fácilmente utilizando microscopio de contraste de fase, pero si el microscopio de luz se adecúa correctamente y el conteo se hace con un estricto control de calidad el resultado será igualmente confiable. Especial atención debe tenerse con las soluciones diluentes.
Estas no deben estar contaminadas, pues tanto las partículas como las bacterias pueden similar plaquetas. Los líquidos diluentes se deben mantener refrigerados y filtrar antes de su uso. La limpieza de la cámara de Neubauer y de las pipetas es importante en este procedimiento,
Si se observan agregados en el recuento, el procedimiento debe repetirse. El uso de EDTA como anticoagulante ayuda a disminuir la agregación plaquetaria. El rango de error para el recuento de plaquetas en el microscopio de luz es de 16 – 25%. No se debe informar el recuento de plaquetas sin confrontarlo con el extendido de sangre periférica, coloreado con Wright.

Imágenes de la practica:

Comentario:

Esta practica es muy importante ya que con ella podemos ver la cantidad de plaquetas que tenemos en la sangre. que son las encargadas de formar coágulos cuando llegamos a tener alguna injuria en nuestro torrente sanguíneo.